Circulaire DGS/SD5C/DHOS/E2/DRT/CT1/CT2 n° 2004-382 du 30 juillet 2004
relative aux précautions à observer dans les services d'anatomie et cytologie pathologiques, les salles d'autopsie, les chambres mortuaires et les laboratoires de biologie « spécialisés ATNC », vis-à-vis du risque de transmission des agents transmissibles conventionnels (ATC) et non conventionnels (ATNC)
NOR : SANP0430390C/
(Texte non paru au Journal officiel)
Date d'application : immédiate
Textes de référence :Le ministre de la santé et de la protection sociale, le ministre de l'emploi, du travail et de la cohésion sociale à Mesdames et Messieurs les préfets de région (directions régionales des affaires sanitaires et sociales, directions régionales du travail, de l'emploi et de la formation professionnelle [pour information]) ; Mesdames et Messieurs les directeurs des agences régionales de l'hospitalisation (pour information) ; Mesdames et Messieurs les préfets de département (directions départementales des affaires sanitaires et sociales, directions départementales du travail, de l'emploi et de la formation professionnelle [pour attribution]) ; Mesdames et Messieurs les inspecteurs du travail
1. Rappel du contexte
Afin de prendre en compte le risque potentiel de transmission
des encéphalopathies spongiformes subaiguës transmissibles (ESST), notamment les
différentes formes de maladie de Creutzfeldt-Jakob (MCJ), la circulaire DGS/5C/DHOS/E2/2001/N° 138
du 14 mars 2001 relative aux précautions à observer lors de soins en vue de
réduire les risques de transmission d'agents transmissibles non conventionnels
recommande la mise en oeuvre du plus haut niveau de précaution compatible avec
le dispositif médical utilisé en fonction des caractéristiques du patient, de
l'acte et du tissu concerné. Selon ses termes, « la circulaire n° 138 du
14 mars 2001 complète et remplace la circulaire DGS/DH n° 100 du
11 décembre 1995, à l'exception du chapitre 6 relatif aux situations
particulières, dont les dispositions concernant les accidents professionnels et
l'anatomopathologie restent applicables ».
La présente circulaire abroge la partie 6 de la circulaire n° 100 du
11 décembre 1995 et vise à actualiser les recommandations relatives aux
accidents professionnels et aux précautions à observer dans les services
d'anatomie et cytologie pathologiques (ACP), les salles d'autopsie, les chambres
mortuaires et les services « spécialisés ATNC » (il s'agit notamment des
services des établissements du réseau de neuropathologie et des laboratoires de
détection de la protéine 14.3.3 ou de détection de la PrPres par Western blot
participant au réseau de surveillance de la MCJ et définis par la circulaire DGS/DHOS/DGAS/DSS/2001/
N° 139 du 14 mars 2001), face aux risques de transmission des ESST. De plus,
elle prend en compte le risque infectieux lié aux agents transmissibles
conventionnels à l'exception des agents du groupe 4 (les agents pathogènes
manipulés sont classés en quatre groupes de 1 à 4 en fonction du risque
d'infection qu'ils présentent (arrêté du 18 juillet 1994 fixant la liste des
agents biologiques pathogènes, modifié par l'arrêté du 30 juin 1998 et du
17 avril 1997). Les virus de la fièvre hémorragique de Crimée/Congo ou celui de
la variole par exemple, sont classés dans le groupe 4.
2. Objectif
Les présentes recommandations ont pour objet la protection du personnel et de l'environnement, elles ne concernent pas le risque de transmission au patient. Elles visent à prévenir les risques de transmission aux professionnels des services concernés, de certains agents transmissibles conventionnels et non conventionnels, à l'exception des agents pathogènes du groupe 4, en mettant en oeuvre des mesures de prévention pour les professionnels lors de la manipulation de liquides ou de tissus biologiques qui peuvent être infectieux.
3. Évaluation du risque
Les mesures de protection des travailleurs doivent être
adaptées au risque selon l'agent pathogène manipulé. D'une manière générale, les
ATNC humains ont été classés dans la catégorie 3* des agents pathogènes. Même
s'il n'existe pas de traitement, le classement en catégorie 3 est justifié par
l'absence de risque de propagation dans la collectivité. Accolé à certains
agents pathogènes du groupe 3, l'astérisque indique que ces agents peuvent
présenter un risque infectieux limité, car ils ne sont normalement pas
infectieux par voie aérienne, au vu des données scientifiques actuelles.
L'évaluation des risques doit permettre de déterminer si la concentration ou la
quantité des agents pathogènes incriminés et la nature des activités de chaque
service ou laboratoire permettent de renoncer à certaines des mesures de
confinement spécifiques de niveau 3 (par analogie avec l'arrêté du 13 août 1996
qui s'applique aux laboratoires de recherche et d'enseignement).
Il apparaît donc nécessaire d'évaluer le risque en termes de poste ou de geste à
risque et de niveau de risque en fonction du type de laboratoire ou de service.
La protection du personnel repose notamment sur son information et sa formation
relatives à ces risques.
4. Les recommandations
Elles sont de deux types :
Le directeur général de la santé,
W. Dab
Le directeur de l'hospitalisation
et de l'organisation des soins,
E. Couty
Le directeur des relations du travail,
Jean-Denis Combrexelle
ANNEXE
SOMMAIRE
Liste des abréviations utilisées
Fiche 1. - Evaluation du risque infectieuxRéférences bibliographiques
Liste des abréviations utilisées
ACP : Anatomie et cytologie pathologiques
AES : Accident d'exposition au sang (ou aux autres liquides biologiques)
ATC : Agent transmissible conventionnel
ATNC : Agent transmissible non conventionnel
CSHPF : Conseil supérieur d'hygiène publique de France
DASRI : Déchets d'activités de soins à risque infectieux
ESST : Encéphalopathie subaiguë spongiforme transmissible
MCJ : Maladie de Creutzfeldt-Jakob
PSM : Poste de sécurité microbiologique
VMCJ : Variante de la maladie de Creutzfeldt-Jakob
FICHE 1
ÉVALUATION DU RISQUE INFECTIEUX
1. Tissus et prélèvements à risque
1.1. Avant fixation
Si l'on prend en compte les ATNC et les ATC, tous les tissus et liquides biologiques, donc tous les prélèvements, présentent potentiellement un risque infectieux.
1.2. Après fixation
Seuls les ATNC conservent leur infectiosité.
La circulaire n° 138 du 14 mars 2001, relative aux précautions à observer lors
de soins en vue de réduire les risques de transmission d'agents transmissibles
non conventionnels, classe les tissus par ordre décroissant d'infectiosité
vis-à-vis des ATNC. Le système nerveux central ainsi que l'hypophyse, la
dure-mère et le liquide céphalo-rachidien (LCR), l'oeil et le nerf optique sont
les plus infectieux, mais de nombreux autres organes le sont également, et en
particulier le tissu lymphoïde.
Après fixation, un prélèvement à risque est défini par le niveau de risque du
patient vis-à-vis du « risque ATNC » (patients suspects ou atteints d'ESST ou
pour lesquels des facteurs de risque individuels ont été signalés, c'est à dire
antécédents de traitement par hormone de croissance extractive ou antécédents
familiaux génétiques ou antécédents d'intervention chirurgicale avec ouverture
de la dure-mère (notamment intervention neurochirurgicale ou exploration
cérébrale invasive (examen stéréotaxique) à l'exception des interventions
réalisées en France à partir du 1er janvier 1995. Voir circulaire n° 138 du
14 mars 2001).
Dans la présente circulaire, le type de tissu ou de liquide biologique
n'intervient donc pas dans la définition du risque infectieux excepté dans les
services « spécialisés ATNC » (fiche 6).
2. Gestes et postes à risque
Ce sont les postes et gestes qui exposent à un risque de coupure, piqûre, projection ou production d'aérosols. Sont particulièrement à risque : l'autopsie, les postes de réception des prélèvements de tissus ou de liquides frais, d'examen extemporané, d'examen macroscopique et de cytologie ainsi que l'usage du cryostat ou du microtome.
FICHE 2
LOCAUX (CHAMBRE MORTUAIRE ET SERVICE D'ACP)
Dans le cas d'une restructuration de service ou d'un réaménagement des locaux, les installations qui assurent le plus haut niveau de protection des personnes et de l'environnement devront être choisies, en tenant compte des réglementations en vigueur (code du travail, sécurités électrique et incendie) et des conseils du médecin du travail, du comité de lutte contre les infections nosocomiales (CLIN) et du comité d'hygiène, de sécurité et des conditions de travail (CHSCT).
1. La chambre mortuaire
La modernisation des chambres mortuaires (en particulier
celle des salles de préparation des corps et des salles d'autopsie) doit prendre
en compte le risque infectieux encouru par les utilisateurs (équipe
médico-technique, personnel de la chambre mortuaire, professionnels extérieurs à
l'établissement de santé) et le risque de contamination de l'environnement quel
que soit le type d'autopsie pratiquée.
La chambre mortuaire comporte une zone technique bien identifiée, distincte de
la zone destinée au public (arrêté du 7 mai 2001). La zone technique comprend,
entre autres, le local de préparation des corps et les salles d'autopsie.
Si l'établissement traite de nombreux patients atteints de maladies
infectieuses, il peut être souhaitable de disposer de deux salles d'autopsie
aménagées de manière identique pour permettre une désinfection adéquate entre
deux autopsies.
1.1. Le local de préparation des corps
Les informations techniques concernant ce local sont précisées dans l'arrêté du 7 mai 2001 relatif aux prescriptions techniques applicables aux chambres mortuaires des établissements de santé. Ce local est réservé aux toilettes mortuaires, aux soins de conservation des corps mentionnés au 3° de l'article L. 2223-19 du code général des collectivités territoriales et, le cas échéant, aux prélèvements à fin scientifique en vue de rechercher la cause du décès et aux retraits de prothèses.
1.2. Circuits et vestiaires
L'accès de la salle d'autopsie doit être contrôlé (digicode
par exemple) et protégé par un sas. Deux circuits séparés doivent être réservés
d'une part à la personne décédée et d'autre part au personnel médico-technique.
Ce dernier circuit doit individualiser l'entrée et la sortie des opérateurs et
prévoir des dispositifs imposant le principe de la marche en avant (portes à
ouverture contrôlée). L'ouverture des portes doit être automatique (système par
infra-rouge, commande au pied ou au coude...). Une signalisation claire, qui
peut être aidée par la couleur des sols, doit indiquer le sens de circulation
des opérateurs. Le circuit du personnel médico-technique doit comporter des
vestiaires avec des lavabos à arrivée d'eau actionnée par une commande non
manuelle, distributeurs de savon et de serviettes en papier à usage unique
facilement rechargeables et nettoyables ainsi que des douches.
Un dispositif doit permettre la sortie d'échantillons ou de spécimens.
Un local de rangement est adjacent à la salle d'autopsie.
Les locaux doivent tenir compte de l'organisation de l'évacuation des déchets.
1.3. La salle d'autopsie
1.3.1. Locaux
La salle d'autopsie doit répondre aux spécifications de l'arrêté du 7 mai 2001 concernant la salle de préparation des corps, auxquelles s'ajoutent les recommandations suivantes :
1.3.2. Équipement de la salle d'autopsie
L'installation électrique doit être conforme aux normes en
vigueur. Les points lumineux et les prises de courant doivent être encastrés,
étanches et compatibles avec un lavage au jet.
Une paillasse, un évier et un bac à arrivée d'eau actionnée par une commande non
manuelle doivent être prévus.
Un téléphone mains libres doit être installé dans la salle d'autopsie.
Les radiateurs sont déconseillés.
Les tables d'autopsie, indépendantes mais proches de la paillasse, doivent
permettre la libre circulation sur les quatre côtés. Elles doivent être
fortement éclairées. Elles sont nettoyables, désinfectables, résistantes aux
procédés d'inactivation des ATNC et doivent être munies d'un mitigeur non
manuel. Elles doivent être conformes à la norme NF EN 10088-1 : 1995 si elles
sont en acier inoxydable ou offrir une résistance équivalente aux produits
chimiques si elles sont en un autre matériau.
A l'issue de l'autopsie, si les prélèvements sont conditionnés dans la salle
d'autopsie, celle-ci doit être équipée d'un poste de sécurité microbiologique (PSM,
voir fiche 17), pour la manipulation des prélèvements non fixés et d'une table
de travail ("table de macroscopie") avec un système de captage des émanations
à la source pour les prélèvements fixés.
Le mobilier est réduit au strict nécessaire. Il doit être suspendu, ou doit
comporter un piètement nettoyable, désinfectable et résistant à l'eau de Javel à
une concentration d'au moins 2 % de chlore actif.
Une trousse d'urgence et un dispositif de lavage oculaire doivent être
facilement accessibles.
1.4. Local de rangement
Il est destiné à contenir le matériel jetable, le matériel dédié à la salle d'autopsie (balance, scie électrique...) et le matériel d'entretien de la salle. Il doit comporter du mobilier soit suspendu, soit à piétement nettoyable, désinfectable et résistant à l'eau de Javel à une concentration d'au moins 2 % de chlore actif.
1.5. Prise en charge des déchets
1.5.1. Système de traitement des effluents liquides
La place doit être prévue pour permettre l'installation d'une cuve de décantation-inactivation des effluents liquides ou de tout autre système équivalent.
1.5.2. Entreposage des DASRI
Il est effectué dans un local répondant aux caractéristiques décrites par l'arrêté du 7 septembre 1999.
2. Le service d'anatomie et de cytologie pathologiques
L'aménagement du service doit permettre d'isoler les
activités administratives des activités techniques et de stockage.
Tout service d'anatomie et cytologie pathologiques doit disposer :
D'une zone équipée d'un vestiaire permettant de changer de tenue ou de revêtir
la tenue de travail ou de protection avant d'entrer dans la zone technique du
laboratoire.
D'un local individualisé de réception, où les prélèvements sont enregistrés.
D'une pièce de conditionnement et de « macroscopie » où sont effectués l'examen
à l'oeil nu, la prise de photographies, la confection de schémas, les examens
extemporanés, le repère et la dissection des régions qui devront subir diverses
préparations pour l'examen au microscope ou pour d'autres techniques, notamment
la fixation ou la congélation.
La manipulation des pièces non fixées, parmi les plus dangereuses vis à vis des
risques infectieux, doit être effectuée dans un laboratoire de confinement de
type L. 2 ou à défaut sous PSM (voir fiche 17). Un poste de lecture des lames,
équipé d'un microscope, de gants à usage unique et d'un téléphone à mains libres
est individualisé pour les examens extemporanés (et éventuellement pour la
cytologie).
La manipulation des pièces fixées doit s'effectuer sur un plan de travail équipé
d'un système de captage à la source comportant des filtres actifs vis à vis du
formaldéhyde et de l'acide formique.
De pièces techniques, où s'effectuent les étapes successives qui conduisent à la
confection de coupes colorées, ou d'autres techniques. Elles doivent être bien
éclairées et ventilées. Elles comportent une ou plusieurs paillasses
nettoyables, désinfectables et résistantes à l'eau de Javel à une concentration
d'au moins 2 % de chlore actif, un système de captage à la source des solvants
et d'autres produits dangereux et un ou plusieurs PSM (voir fiche 17) à utiliser
dès qu'il existe un risque de projection ou de formation d'aérosols.
De locaux de stockage des prélèvements, dont l'accès doit être contrôlé. Ils
doivent être aussi bien éclairés et ventilés que les autres régions du
laboratoire. Le stockage des prélèvements fixés et des blocs doit s'effectuer
dans des pièces disposant d'un système de ventilation comportant une extraction
au niveau du plancher ou tout système équivalent permettant l'évacuation des
émanations de formaldéhyde.
En revanche, les autres pièces n'ont pas à faire l'objet de précautions
particulières hormis le contrôle de leur accès (pièces d'examen des lames au
microscope photonique ou électronique, pièce d'archivage des lames, bureaux
médicaux ou techniques, pièces de réunion, pièce de détente et sanitaires).
Dans les pièces où sont manipulés ou stockés les échantillons :
Le revêtement de sol est sans aspérités et d'un seul tenant, et remontant d'au
moins 10 cm le long des murs (plinthes à gorge).
Les murs, le plafond et les portes sont en matériaux durs, lisses,
imputrescibles, facilement nettoyables à grande eau, désinfectables et
résistants aux produits d'inactivation des ATNC.
FICHE 3
RÈGLES DE BONNES PRATIQUES GÉNÉRALES À APPLIQUER
DANS LES
SERVICES D'ACP, LES SERVICES "SPÉCIALISÉS ATNC" ET LES CHAMBRES MORTUAIRES
Des précautions "standard" à mettre en oeuvre pour la prévention de la
transmission d'agents infectieux véhiculés par le sang ou les liquides
biologiques ont été définies par la circulaire DGS/DH/98/ n° 249 du
20 avril 1998 (voir tableau de l'annexe II de ce document). Ces recommandations
ont été adaptées pour être applicables à tous les personnels des services
d'anatomie et de cytologie pathologiques, des services « spécialisés ATNC » et
des chambres mortuaires des établissements de santé.
Le personnel du service et les autres personnes dont le travail exige la
présence dans la zone technique du laboratoire, doivent connaître l'ensemble des
dangers, biologiques ou autres, auxquels ils sont exposées et doivent avoir reçu
une formation appropriée concernant les précautions et les mesures de sécurité.
Des procédures relatives à l'hygiène et à la sécurité du personnel doivent être
établies et mises en oeuvre.
Les mesures générales suivantes relatives à l'hygiène, à la santé et à la
sécurité des personnes doivent faire l'objet de procédures écrites qui sont
mises en oeuvre, régulièrement évaluées avec le personnel et actualisées en
fonction des avancées scientifiques ou des obligations réglementaires :
Lavage des mains
Port de gants
Tenue vestimentaire et protection
Recommandations visant à limiter les contacts avec le sang ou tout autre produit d'origine humaine
Préparation du travail et organisation des locaux
FICHE 4
RÈGLES DE BONNE PRATIQUE COMPLÉMENTAIRES
À APPLIQUER DANS LES SERVICES D'ACP
En cas de manipulation de prélèvements provenant de patients
pour lesquels des facteurs de risque individuels d'ESST sont signalés ou qui
sont suspects ou atteints d'ESST, se référer également à la fiche 5.
1. Tenue du personnel
Porter systématiquement une charlotte, un masque destiné à
protéger contre les projections lors de la manipulation de tissus frais, des
lunettes de protection ou un masque anti-projections à visière (ou un équipement
équivalent) en cas de risque de projections. Le port d'un tablier imperméable à
usage unique est nécessaire pour la manipulation des échantillons au poste de
macroscopie.
Généraliser l'usage des gants anti-coupures lors des
manipulations d'objets piquants, coupants, ou tranchants aux postes à risque
(examens extemporanés et manipulation des tissus frais, poste de macroscopie,
coupes au cryostat) ou lors d'un bris de verrerie.
Trois protocoles sont possibles en fonction de l'acte
effectué et de l'évaluation du risque :
2. Matériel
Supprimer la réutilisation de tout matériel poreux (liège,
bois...).
A niveau de performance égal, utiliser du matériel à usage unique (embouts,
pipettes, cupules, plaques...).
A défaut, choisir des instruments réutilisables dont les matériaux constitutifs
résistent à un procédé d'inactivation des ATNC au moins égal au groupe III
recommandé dans la circulaire n° 138 du 14 mars 2001.
Identifier clairement les dispositifs ou la boîte de dispositifs médicaux du
laboratoire qui seront stérilisés à l'autoclave, pour éviter tout risque de
confusion ou de mélange avec les dispositifs utilisés chez les patients.
Traiter la verrerie, les instruments et les matériels réutilisables, ainsi que
les gants anti-coupures selon un procédé au moins égal au groupe III recommandé
dans la circulaire n° 138 du 14 mars 2001.
Utiliser des lames rodées pour minimiser le risque de coupures.
3. Appareils
Le risque potentiel de contamination des appareils en contact
avec les tissus à risque sera signalé au moyen du pictogramme « Danger
biologique » apposé sur ces appareils.
Un microscope doit être exclusivement réservé à l'observation des examens
extemporanés (et éventuellement à la cytologie).
En fonction des appareils et du type d'examen, un film protecteur sera utilisé
pour éviter une contamination par les tissus à risque. Il sera éliminé après
chaque examen. A défaut, les parties accessibles de tous les appareils en
contact avec les tissus à risque doivent subir un traitement adapté, en
respectant la compatibilité des produits avec les matériaux.
Si les appareils ne peuvent être totalement traités (cryostats, microscopes,
centrifugeuses non sécurisées, automates...), la prévention ne reposera que sur
la protection individuelle du personnel (mains, visage). Ces appareils seront
manipulés systématiquement avec des gants à usage unique et éventuellement des
gants anti-coupures.
Le nettoyage et la désinfection de la tête des cryostats sont quotidiens. Il est
nécessaire d'arrêter les cryostats au minimum une fois par an pour nettoyage et
maintenance, plus souvent si l'activité du service l'exige.
4. Procédures
4.1. Mesures de prévention contre les infections applicables à tous les postes
Quand il existe un risque d'écoulement ou d'accumulation de
copeaux, protéger les plans de travail par un champ de protection imperméable et
absorbant qui est éliminé de façon adéquate dès qu'il est souillé ou travailler
sur une planche à dissection désinfectable.
Eviter les risques liés aux projections ou à la formation d'aérosols (ouverture
de tubes, broyage, agitation...) en manipulant sous PSM (voir fiche 17), avec
une protection individuelle. Un écran protecteur est aussi efficace contre les
projections.
Dans la mesure du possible, manipuler les échantillons à l'aide de pinces ou de
tout autre matériel susceptible d'éviter le contact avec les tissus et ce,
durant toutes les étapes de préparation et traitement des lames ou des tissus.
Ne conserver aucun prélèvement, tube ou aliquote de liquide biologique non
identifié.
Réduire au maximum le volume des effluents liquides par l'utilisation de
feuilles plastiques recouvertes de systèmes absorbants (papiers...) ou
solidifiants (poudres, gels) qui seront éliminés suivant la filière des DASRI.
Quant au « risque ATNC », considérer les échantillons de tissus les plus à
risque (SNC, hypophyse, dure-mère, liquide céphalo-rachidien, oeil et nerf
optique) comme potentiellement infectieux, aussi bien à l'état frais qu'après
congélation, fixation ou inclusion en paraffine, même après traitement par
l'acide formique. Dans la mesure du possible, les analyses de ces tissus sont
regroupées et effectuées en dernier.
4.2. Réception
Réceptionner les prélèvements sur une paillasse adaptée,
recouverte par un champ de protection imperméable et absorbant.
Vérifier l'emballage des prélèvements lors de leur réception (prélèvement et
feuille de demande d'examen dans deux sachets séparés ou dans un conditionnement
permettant leur séparation).
4.3. Cryostat et microtome
Collecter les copeaux après section au cryostat ou au microtome à paraffine. Les copeaux doivent être manipulés avec des gants et recueillis quotidiennement, en vue d'être éliminés suivant la filière des DASRI.
4.4. Examens extemporanés macroscopiques et manipulations des échantillons à l'état frais ou congelés
Ce sont les postes les plus dangereux car les échantillons ne sont pas inactivés et sont potentiellement infectieux vis-à-vis d'agents variés. La manipulation sous PSM à plan de travail plein ou derrière un écran protecteur est indiquée. Dans tous les cas, une protection individuelle est nécessaire. Lorsqu'il est fait appel à un médecin pathologiste exerçant à l'extérieur de l'établissement, pour un examen extemporané, une zone dédiée pour ce type d'examens doit être prévue et identifiée.
4.5. Examens cytologiques
Cytocentrifuger dans des tubes et des nacelles hermétiques,
en utilisant préférentiellement des cônes jetables (chambres à échantillons) et
en portant des gants qui seront éliminés par la filière des DASRI.
Privilégier les cellules de comptage à usage unique ; sinon, tremper, après
usage, les cellules de comptage pendant une heure dans une solution d'eau de
Javel diluée à une concentration d'au moins 2 % de chlore actif.
Préférer les systèmes automatisés de coloration.
Fixer et monter l'échantillon entre lame et lamelle pour protéger la préparation
cytologique et le matériel de microscopie.
FICHE 5
PRÉCAUTIONS SUPPLÉMENTAIRES À APPLIQUER
DANS LES SERVICES D'ACP
EN CAS DE PRÉLÈVEMENTS PROVENANT DE PATIENTS
POUR LESQUELS DES FACTEURS DE
RISQUE INDIVIDUELS D'ESST SONT SIGNALÉS OU QUI SONT SUSPECTS OU ATTEINTS D'ESST,
QUEL QUE SOIT LE TISSU
Il est conseillé d'envoyer au laboratoire et/ou service d'ACP "spécialisé ATNC" les prélèvements de SNC, d'hypophyse, de dure-mère, de liquide
céphalo-rachidien, d'oeil, de nerf optique et les biopsies d'amygdales pour détection d'une maladie à ATNC.
Les autres prélèvements peuvent être pris en charge sur place selon les
recommandations suivantes :
FICHE 6
SPÉCIFICITÉS DES SERVICES D'ACP ET DE BIOLOGIE "SPÉCIALISÉS ATNC"
Il s'agit notamment des services des établissements du réseau
de neuropathologie et des laboratoires de détection de la protéine 14.3.3 ou de
détection de la PrPres par Western blot définis par la circulaire n° 139 du
14 mars 2001.
Les précautions maximales définies en ACP générale s'appliquent dans ces
services et laboratoires spécialisés. De plus, compte tenu de la fréquence des
maladies à ATNC, tous les prélèvements post mortem des tissus les plus
infectieux vis-à-vis du "risque ATNC" (SNC, hypophyse, dure-mère, LCR, oeil et
nerf optique) provenant de patients non signalés doivent aussi y être
systématiquement considérés comme étant à "risque ATNC".
1. Anatomopathologie "spécialisée ATNC"
1.1. Locaux
La pièce de macroscopie, isolée du reste du laboratoire, particulièrement bien éclairée et ventilée et répondant à la réglementation en vigueur (code du travail pour la protection des travailleurs, sécurités incendie et électrique), doit disposer de 3 postes séparés :
1.2. Équipement
En fonction de l'activité du service, des appareils et une
instrumentation dédiée pourront être nécessaires.
Les matériaux constitutifs du matériel et des instruments doivent leur permettre
de résister aux procédés d'inactivation des ATNC du groupe IV (procédures
combinées chimique et physiques décrites dans la circulaire n° 138 du
14 mars 2001).
1.3. Organisation du travail
En fonction de l'activité du service, pourront être nécessaires :
1.4. Manipulation des tissus biologiques à "risque ATNC"
1.4.1. Les gestes effectués avant réduction de l'infectiosité par le passage à l'acide formique
Ces gestes peuvent être distingués en deux groupes :
1.4.2. Les manipulations de tissus à « risque ATNC » traités par l'acide formique
Les moyens de protection à mettre en oeuvre sont les mêmes qu'en laboratoire d'ACP non « spécialisé ATNC ».
1.5. Manipulation du LCR et des liquides biologiques à « ATNC »
Une protection de la sphère oro-naso-pharyngée et des yeux du
personnel (masque anti-projections, visière ou équipement équivalent) est
nécessaire. La manipulation doit s'effectuer à un poste de travail autonome et
isolé. Une pièce de confinement L. 2 est recommandée pour manipuler ces
liquides.
Pour les examens cytologiques après cytocentrifugation, des cônes jetables
doivent préférentiellement être utilisés. Les lames doivent être montées.
L'ensemble de la manipulation, y compris la lecture, doit s'effectuer mains
gantées. Un microscope dédié doit être utilisé. Après lecture des préparations,
les lames montées sont séchées pendant 12 heures dans une étuve dédiée, puis
elles sont passées 1 heure dans de l'eau de Javel à 2 % de chlore actif et
stockées dans des locaux à accès contrôlé.
1.6. Traitement du matériel et des instruments
Le matériel et les instruments réutilisables, ainsi que les gants anti-coupures, sont traités par un procédé du groupe IV (procédures combinées chimique et physique décrites dans la circulaire n° 138 du 14 mars 2001).
2. Laboratoire de biologie "spécialisé ATNC"
2.1. Locaux
La mise en place d'un circuit spécifique des échantillons à "risque ATNC" s'impose. Il comporte une pièce de réception et une pièce de
manipulation isolées des autres locaux du laboratoire, en plus des locaux d'un
service de biochimie classique.
Le laboratoire doit offrir la possibilité de travailler dans une pièce de
confinement L. 2 ou L. 3 en fonction de l'évaluation du risque correspondant au
poste de travail.
2.2. Équipement
La pièce de manipulation doit être équipée de façon
spécifique avec un matériel dédié et/ou signalé.
Une instrumentation dédiée, résistante aux procédés d'inactivation des ATNC, est
nécessaire.
2.3. Organisation du travail
En fonction de l'activité du service, pourront être nécessaires :
2.4. Manipulation de prélèvements issus de patients à "risque ATNC"
D'une manière générale, les mesures de protection sont
identiques à celles prises pour la manipulation de ce type de tissus avant
traitement par l'acide formique dans les laboratoires d'anatomie et cytologie
pathologiques "spécialisés ATNC".
Ces gestes susceptibles de contaminer le personnel et l'environnement peuvent
être distingués en deux groupes.
2.4.1. Actes comportant des risques de projections ou de constitution d'aérosols
Si de tels risques existent, ces actes ne peuvent être
effectués que dans des pièces de confinement L. 3. Le personnel doit être
protégé de façon optimale.
Il en est ainsi, par exemple :
2.4.2. Actes sans risque de projections ou de constitution d'aérosols
Les actes suivants doivent être réalisés dans des conditions
de protection du personnel élevées.
Actes réalisés sur des échantillons traités à l'acide formique ou à la
protéinase K.
Les moyens mis en oeuvre doivent permettre d'isoler cette activité des autres
activités pratiquées dans le laboratoire. Une zone de niveau de confinement L. 2
est recommandée pour manipuler ces tissus.
Actes réalisés sur des échantillons non traités par l'acide formique ou la
protéinase K.
Les manipulations de tissu à « risque ATNC », et dont l'infectiosité n'a pas
encore été réduite par le passage à l'acide formique, doivent être effectuées
dans une pièce de confinement L. 2. Les conditions de stockage de ces tissus,
congelés, fixés ou inclus, sont précisées dans la fiche 10. Il en est ainsi, par
exemple, de la coupe des pièces anatomiques avec des objets tranchants.
Cette étape doit être réalisée sous PSM (voir fiche 17) en utilisant une paire
de gants de protection anti-coupures placée entre 2 paires de gants à usage
unique. Si des gants métalliques sont utilisés, ils doivent pouvoir subir un
procédé d'inactivation des ATNC du groupe IV. Les couteaux à usage unique sont
éliminés dans des collecteurs pour objets tranchants et piquants conformes aux
directives énoncées par l'arrêté du 24 novembre 2003. Les plans de travail
amovibles (« planche à dissection ») sont à usage unique.
2.5. Manipulation du LCR et des liquides biologiques
Une protection de la sphère oro-naso-pharyngée et des yeux du personnel (masque anti-projections, visière ou équipement équivalent) est nécessaire. La manipulation doit s'effectuer à un poste de travail autonome et isolé. Une pièce de confinement L. 2 est recommandée pour manipuler ces liquides.
2.6. Traitement du matériel et des instruments
La verrerie, le matériel et les instruments réutilisables, ainsi que les gants anti-coupures, sont traités selon un procédé d'inactivation des ATNC du groupe IV (inactivation chimique puis physique) recommandé par la circulaire n° 138 du 14 mars 2001.
FICHE 7
CONDUITE D'UNE AUTOPSIE
Les recommandations suivantes s'appliquent à toutes les
autopsies d'adulte, quel que soit le contexte. Elles ne s'appliquent pas à la
foetopathologie. Pour l'activité pédiatrique, il conviendra d'évaluer le risque
infectieux au cas par cas pour faire le choix des mesures à appliquer.
Le risque supplémentaire apporté par les ATNC ne peut faire récuser une autopsie
dont l'intérêt diagnostique, scientifique ou médico-légal est démontré,
notamment s'il s'agit de faire la preuve d'une affection à ATNC ou de la
caractériser, ce qui ne peut souvent être obtenu par d'autres moyens.
La circulaire n° 139 du 14 mars 2001 précise que, compte tenu des précautions à
prendre, de la spécificité des prélèvements et des conditions de traitement de
ces derniers, les autopsies de patients suspects d'ESST sont réalisées dans les
chambres mortuaires des groupes hospitaliers dont les services d'ACP participent
au réseau de neuropathologie de la MCJ. Cette recommandation n'exclut pas la
réalisation de prélèvements en dehors de ces établissements, lorsqu'ils peuvent
être effectués avec un niveau de sécurité et de fiabilité acceptables. En
revanche, les techniques spécialisées indispensables au diagnostic, telles que
l'immunohistochimie et le Western blot, doivent être confiées aux services
spécialisés.
1. Tenue des opérateurs et des autres personnels
Pour toute autopsie, les opérateurs doivent porter :Les protections jetables doivent être jetées après usage.
Le personnel autre que les opérateurs doit porter une tenue de protection
jetable, un masque anti-projections, des lunettes de sécurité à protection
latérale et des gants à usage unique pour le protéger des éventuelles
projections.
2. Matériels
Supprimer tout matériel poreux réutilisable (liège, bois).
A niveau de performance égal, utiliser du matériel à usage unique (embouts,
pipettes, cupules, plaques).
Choisir des instruments réutilisables et des gants anti-coupures dont les
matériaux constitutifs résistent à un procédé d'inactivation des ATNC du
groupe IV recommandé dans la circulaire n° 138 du 14 mars 2001.
Identifier clairement le matériel d'autopsie (sur le dispositif ou la boîte). Ce
matériel ne doit pas être mélangé à d'autres dispositifs médicaux destinés
notamment aux services de soins.
3. Appareils
Le risque de contamination potentielle des appareils en contact avec les tissus à risque sera signalé au moyen du pictogramme « Danger biologique » apposé sur ces appareils.
4. Procédures
4.1. Mesures de protection
Un champ de protection imperméable et absorbant est disposé
sous la personne décédée pour réduire la contamination de la table d'autopsie.
L'ensemble des protections à usage unique sera éliminé selon la filière des
DASRI.
Le prélèvement cérébral doit être fait en dernier, après ouverture du crâne à la
scie à main (facilement nettoyable) ou à la scie électrique recouverte d'un
manchon protecteur jetable pour éviter la diffusion des aérosols ou encore à
l'aide d'une scie à aspiration.
A la fin de l'autopsie, le corps est rincé à l'eau puis à l'Eau de Javel à 2 %
de chlore actif avant un dernier rinçage à l'eau.
Les instruments jetables et le matériel à usage unique doivent être éliminés
selon la filière des DASRI.
Après utilisation, tout objet piquant, coupant ou tranchant à usage unique doit
être introduit dans un conteneur de sécurité, de taille adaptée au contenu et
résistant aux perforations (conforme aux directives énoncées par l'arrêté du
24 novembre 2003), qui sera éliminé suivant la filière des DASRI après fermeture
définitive.
4.2. Manipulation des échantillons issus de l'autopsie
Elle doit être particulièrement prudente, que les
prélèvements soient fixés ou non. Les précautions supplémentaires indiquées à la
fiche 5 sont recommandées pour les prélèvements provenant de patients suspects,
atteints d'ESST ou pour lesquels des facteurs de risque individuels sont
signalés.
Tous les prélèvements, identifiés lisiblement, sont placés dans des récipients
fermés dont la surface externe sera ensuite désinfectée à l'eau de Javel
récemment diluée à une concentration d'au moins 2 % de chlore actif.
4.3. Traitement du matériel et des instruments
La verrerie, le matériel et les instruments réutilisables,
ainsi que les gants anti-coupures, sont traités selon un procédé d'inactivation
des ATNC du groupe IV (inactivation chimique puis physique) recommandé dans la
circulaire n° 138 du 14 mars 2001.
Les protections réutilisables (tabliers) sont traitées à l'eau de Javel à une
concentration d'au moins 2 % de chlore actif, pendant 1 heure.
FICHE 8
PRISE EN CHARGE DES PERSONNES DÉCÉDÉES
1. Principes généraux
1.1. Fiche de liaison entre le service clinique et la chambre mortuaire
Une fiche de liaison entre les services cliniques et la
chambre mortuaire doit être établie dans chaque établissement.
Elle doit comporter les indications suivantes destinées aux services de soins :
procédure de la toilette mortuaire et contre-indications à sa réalisation sur
les lieux de soin, notamment obstacle médico-légal suspensif à toute opération
médico-scientifique ou funéraire, matériel nécessaire à la réalisation de la
toilette mortuaire.
Elle doit comporter, en respectant le secret médical, les indications suivantes
destinées à la chambre mortuaire :
1.2. Prise en charge en chambre mortuaire de la personne décédée
Les règles de bonne pratique générales énumérées dans la fiche 3 doivent être suivies. Une paire de gants et une blouse à usage unique doivent être portées lors de toute manipulation entraînant un contact avec la personne décédée.
1.3. Information des proches de la personne décédée
Les proches de la personne décédée doivent être informés des potentiels risques infectieux encourus lors des contacts avec le corps.
1.4. Soins de conservation/thanatopraxie
Les mesures générales énumérées dans la fiche 3 doivent être rappelées au personnel pratiquant la thanatopraxie par une affiche disposée dans les locaux techniques de la chambre mortuaire. Le risque de contamination potentielle des appareils en contact avec les tissus à risque sera signalé au moyen du pictogramme « Danger biologique » apposé sur ces appareils. Si cela est possible, un film protecteur sera utilisé pour éviter la contamination par les tissus à risque. Il sera éliminé après chaque examen. A défaut, les parties accessibles des appareils en contact avec les tissus à risque doivent subir un traitement adapté, en respectant la compatibilité des produits avec les matériaux. L'élimination des liquides doit être effectuée selon la filière DASRI. Après autopsie, les soins de conservation des corps sont déconseillés. Au cas où de tels soins seraient pratiqués, les sites de drainage, comme les incisions de l'autopsie seront, après suture, obturés avec de la colle, puis désinfectés à l'eau de Javel à une concentration d'au moins 2 % de chlore actif.
1.5. Transport de la personne décédée
Lors de tout transport sans mise en bière, notamment après autopsie, il est obligatoire de déposer la personne décédée dans une housse étanche (Art. R. 2213-15 du code général des collectivités territoriales), pour éviter les écoulements de liquides biologiques. Si du matériel d'absorption est utilisé, il doit ensuite être éliminé selon la filière des DASRI. Les opérations de transport sans mise en bière sont achevées dans un délai maximal de vingt-quatre heures à compter du décès, sauf en cas de soins de conservation qui portent ce délai à 48 heures (Art. R. 2213-11 du code général des collectivités territoriales).
2. Conduite à tenir, en général, en cas de risque infectieux
2.1. Personnel de la chambre mortuaire
Une procédure permettant de transmettre à l'ensemble du personnel l'information sur le risque infectieux particulier encouru en cas de manipulation de la personne décédée, notamment après autopsie, doit être mise en place. Une double paire de gants et une charlotte doivent être portées. Les plateaux ayant été au contact de la personne décédée doivent faire l'objet d'un protocole d'entretien renforcé.
2.2. Transport des personnes décédées
Le transport du corps des patients est fait selon les
conditions habituelles, excepté pour les maladies citées par l'arrêté du
20 juillet 1998, soit les orthopoxviroses, le choléra, la peste, le charbon et
les fièvres hémorragiques virales pour lesquelles le transport ne peut se faire
sans mise en bière (Art. R. 2213-9 du code général des collectivités
territoriales).
L'existence d'un risque infectieux est signalée aux opérateurs funéraires. En
revanche, il n'est pas nécessaire de disposer d'un cercueil hermétique, excepté
pour les maladies citées par l'arrêté du 20 juillet 1998, soit les
orthopoxviroses, le choléra, la peste, le charbon et les fièvres hémorragiques
virales.
2.3. Soins de conservation
Le personnel pratiquant les soins de conservation doit être informé du risque infectieux particulier que présente la personne décédée. L'arrêté du 20 juillet 1998 fixe la liste des maladies contagieuses pour lesquelles la délivrance d'une autorisation de la pratique des soins de conservation est interdite. De manière générale, les soins de conservation du corps doivent être fortement déconseillés.
2.4. Crémation
Le personnel soignant doit recommander la crémation de la personne décédée, qu'il y ait eu ou non autopsie ; cependant, le libre choix des familles doit être respecté.
2.5. Prélèvements d'organes ou de tissus et dons du corps
Le don du corps à la science (pour l'enseignement et la
recherche en anatomie) est fortement déconseillé.
Les autopsies et les dons d'organe ou de tissus pour le diagnostic et la
recherche sont autorisés, après signalement du risque, sous réserve que soient
respectées les précautions qui s'imposent en matière d'hygiène et de
désinfection du local de prélèvement.
3. Conduite à tenir en cas de risque infectieux lié aux ATNC
3.1. Transport des personnes décédées
Le transport du corps d'un malade atteint d'une maladie due aux ATNC, avant ou après mise en bière, est fait selon les conditions habituelles. L'existence d'un risque infectieux est signalée aux opérateurs funéraires. En revanche, il n'est pas nécessaire de disposer d'un cercueil hermétique.
3.2. Soins de conservation
Lorsqu'il existe une suspicion, une maladie avérée à ATNC, ou lorsque des facteurs de risque individuels d'ESST sont signalés, les soins de conservation sont fortement déconseillés.
3.3. Crémation
En l'état actuel des connaissances, le personnel soignant
doit recommander la crémation de la personne décédée qu'il y ait eu ou non
autopsie ; cependant, le libre choix des familles doit être respecté après
information sur le risque potentiel de transmission des ATNC pour
l'environnement et le personnel funéraire qui pourrait être amené à manipuler le
corps ultérieurement, notamment lors d'une exhumation.
3.4. Don du corps et autopsie
Le don du corps à la science (pour l'enseignement et la
recherche en anatomie) est fortement déconseillé pour les patients atteints,
suspects ou présentant des facteurs de risque individuels d'ESST. En revanche,
les autopsies et les dons d'organes ou de tissus, dans le cadre de la recherche
des causes de la mort ou d'une recherche sur les ESST, sont autorisés, après
signalement du risque.
FICHE 9
IDENTIFICATION, SIGNALEMENT,
CONDITIONNEMENT ET TRANSPORT DES PRÉLÈVEMENTS
1. Identification, signalement
Les prélèvements doivent être parfaitement identifiés (nom de
naissance complété s'il y a lieu du nom marital ou usuel, prénom(s), sexe, date
de naissance ainsi que la nature, date et heure du prélèvement et le nom du
préleveur) et accompagnés d'une fiche de suivi médical confidentielle comportant
les renseignements relatifs au patient (notamment éventuelle suspicion
d'infection) si le prescripteur, ou l'ACP, ou le biologiste l'estime nécessaire.
De plus, s'il en a connaissance, le prescripteur de l'analyse doit mentionner
sur cette fiche si l'échantillon est issu d'un patient atteint, suspect ou
présentant des facteurs de risque individuels d'ESST (antécédents de traitement
par hormone de croissance extractive ou antécédents familiaux génétiques ou
antécédents d'intervention chirurgicale avec ouverture de la dure-mère,
notamment intervention neurochirurgicale ou exploration cérébrale invasive
(examen stéréotaxique) à l'exception des interventions réalisées en France à
partir du 1er janvier 1995 [voir circulaire n° 138 du 14 mars 2001]).
La feuille de demande d'examen et éventuellement, la fiche de suivi médical
confidentielle, sont placées dans des sachets séparés ou dans un conditionnement
permettant leur séparation afin de les protéger des risques d'écoulement.
2. Emballage, étiquetage et transport des prélèvements
en dehors de l'établissement de santé
L'emballage, l'étiquetage et le transport des échantillons biologiques sont réalisés conformément à la réglementation en vigueur (arrêté du 5 décembre 2002 modifiant l'arrêté du 1er juin 2001 modifié relatif au transport des marchandises dangereuses par la route dit arrêté ADR, 44 th Edition of the IATA dangerous goods regulations ; 2003 pour le transport aérien).
3. Cas particulier du transport au sein de l'établissement de santé
Ces textes ne s'appliquent pas aux transports effectués
entièrement dans l'enceinte d'un établissement de santé (site hospitalier) qui
n'est pas traversé par une voie publique. Toutefois, pour un échantillon de
diagnostic provenant d'un service de biologie médicale, le guide de bonne
exécution des analyses de biologie médicale (ou GBEA) impose un triple emballage
: le récipient étanche contenant l'échantillon est inséré dans une boîte étanche
tapissée par un matériau absorbant et l'ensemble est placé dans un emballage
extérieur résistant.
Dans le cas d'un prélèvement réalisé en anatomie-pathologie, le triple emballage
est constitué du contenant primaire entouré d'un deuxième emballage (sac
plastique ou flacon) placés dans une boîte de transport étanche.
Il convient de veiller à la sécurité du système de transport choisi au sein de
établissement de santé.
Il est fortement déconseillé d'utiliser les systèmes automatiques de transport,
en particulier les systèmes pneumatiques, pour tous tissus ou liquides
biologiques provenant de patients atteints ou suspects de maladies infectieuses
ou présentant des facteurs de risque individuels d'ESST. D'une manière générale,
il est recommandé de ne pas utiliser ces systèmes pour acheminer le LCR.
4. Echantillons issus de patients à risque d'infection à ATNC
Les surfaces externes du contenant primaire doivent être désinfectées à l'eau de Javel à 2 % de chlore actif avant son emballage dans le second contenant.
5. Réception des prélèvements
Les personnes impliquées dans le prélèvement d'un échantillon
et sa transmission se conforment aux procédures établies par le service ou le
laboratoire qui réceptionne l'échantillon.
L'intégrité des emballages est vérifiée à la réception.
Un échantillon peut être refusé si sa transmission n'est pas conforme aux
procédures.
Une procédure de traçabilité doit être disponible et permettre l'archivage des
fiches.
FICHE 10
CONSERVATION DES PRÉLÈVEMENTS PROVENANT DE PATIENTS À RISQUE D'ESST
Quel que soit le mode de conservation, les échantillons de
tissus ou de liquides à risque provenant de patients atteints, suspects ou chez
lesquels des facteurs de risque individuels d'ESST sont signalés (antécédents de
traitement par hormone de croissance extractive ou antécédents familiaux
génétiques ou antécédents d'intervention chirurgicale avec ouverture de la
dure-mère³) sont conservés sous double emballage, dans des récipients clairement
identifiés et stockés dans une zone dédiée, signalée et à accès contrôlé.
Au cas où cette disposition ne pourrait être prise, pour une conservation à long
terme, il est souhaitable que le prélèvement soit transféré vers un laboratoire
spécialisé.
Etat des prélèvements et modes de conservation
Les prélèvements formolés conservés dans des récipients ou
boîtes sont stockés dans une pièce ventilée dont l'accès est protégé.
Une partie identifiée d'un réfrigérateur ou d'un congélateur peut être réservée
aux prélèvements à risque non fixés. Il est cependant préférable de leur dédier
un réfrigérateur ou un congélateur.
La conservation des échantillons dans l'azote liquide n'est possible que dans
des structures adaptées, en respectant les procédures de manipulation de l'azote
et les règles de sécurité. L'azote liquide ayant servi à conserver des
échantillons à « risque ATNC » ne doit pas être utilisé à d'autres fins. La
congélation à une température comprise entre - 80° C et - 135° C est un autre
mode efficace de conservation à très basse température.
Les prélèvements inclus en paraffine, les lames de microscopie photonique (après
montage et désinfection à l'eau de Javel à 2 % de chlore actif), les grilles de
microscopie électronique, les membranes de Western blot et d'électrophorèse
doivent être conservés dans un lieu à accès protégé.
FICHE 11
DÉCHETS QUEL QUE SOIT LE RISQUE INFECTIEUX
La production de déchets et d'effluents liquides
potentiellement infectieux doit être réduite au maximum, notamment par
l'utilisation de systèmes ou supports absorbants qui seront éliminés selon la
filière des DASRI.
L'élimination des déchets est conforme à la réglementation en vigueur.
Les pièces anatomiques d'origine humaine doivent être éliminées par incinération
dans un crématorium autorisé conformément aux articles R. 1335-9 à R. 1335-12 du
code de la santé publique.
La circulaire n° 138 du 14 mars 2001 indique que l'incinération à une
température supérieure à 800° C avec combustion ou pyrolyse est la procédure à
appliquer aux déchets d'activité de soins à risque infectieux lié aux ATNC et
aux dispositifs contaminés par un tissu de haute infectiosité.
Conformément à l'avis du CSHPF, section « milieux de vie », du 16 mars 1999, le
prétraitement (tout processus associant une modification de l'apparence des
déchets et une désinfection (chimique ou physique) en préalable au traitement de
ces déchets dans la filière des déchets ménagers et assimilés) par un appareil
de désinfection de déchets d'activités de soins à risques infectieux ou
assimilés susceptibles de renfermer des ATNC doit être exclu et ce, même si les
déchets désinfectés sont destinés à l'incinération. Les déchets d'activités de
soins à risques infectieux susceptibles de renfermer des ATNC sont éliminés par
incinération conformément à l'article R. 1335-8 du code de la santé publique
(circulaire DGS/DPPR/2000/n° 292 du 29 mai 2000).
Il importe que les déchets susceptibles de renfermer des ATNC et les pièces
anatomiques d'origine humaine soient dûment identifiés afin qu'ils ne risquent
pas d'être mélangés, ni avec d'autres déchets d'activité de soins à risque
infectieux dans une filière aboutissant à un prétraitement par désinfection, ni
avec des déchets ménagers ou assimilables.
FICHE 12
ENTRETIEN DES LOCAUX ET DES SURFACES QUELLE QUE SOIT L'ACTIVITÉ DU LABORATOIRE
Les modalités d'entretien sont définies selon des protocoles
réalisés par chaque établissement, en collaboration avec l'équipe opérationnelle
d'hygiène hospitalière.
Les protocoles proposés sont applicables pour les sols, les murs ainsi que les
surfaces (paillasses, surfaces de travail, table d'autopsie) en fonction de
l'activité du laboratoire.
1. Protocole standard
Ce protocole est adapté à l'ensemble des risques infectieux
hors celui lié aux ATNC.
Le protocole standard comprend un nettoyage avec un produit détergent ou
détergent désinfectant suivi d'un rinçage et d'une exposition suffisante avec
l'eau de Javel à une concentration d'au moins 2 % de chlore actif suivie d'un
deuxième rinçage.
En cas d'utilisation d'un produit détergent-désinfectant qui ne se substitue en
aucun cas à l'utilisation d'eau de Javel, le choix du produit devra tenir compte
de sa compatibilité avec celle-ci.
La pulvérisation (par exemple d'eau de Javel en cas de projection d'un
échantillon biologique) et la fumigation (désinfection par voie aérienne hors
présence humaine) sont des pratiques à proscrire.
2. Protocole renforcé
Ce protocole est adapté au risque lié aux ATNC.
Le protocole renforcé comprend une première phase d'inactivation par application
d'eau de Javel à une concentration d'au moins 2 % de chlore actif et son rinçage
avant la réalisation du protocole standard défini plus haut.
Ce protocole est réalisé systématiquement pour les tables d'autopsie et de façon
périodique, selon l'activité, pour les autres surfaces.
3. En cas de projection ou de contact avec un échantillon suspect
3.1. Au laboratoire
En cas de projection ou de contact avec un échantillon potentiellement infectieux (ATC ou ATNC) tel que défini dans la fiche 1 : éliminer le liquide contaminé de la surface à l'aide d'un papier absorbant imbibé d'eau de Javel à une concentration d'au moins 2 % de chlore actif, appliquer de l'eau de Javel à la même concentration autour des projections et essuyer jusqu'à élimination de tout liquide, de façon à circonscrire la projection (recouvrements centripètes de la zone contaminée à l'aide de papier absorbant imbibé d'eau de Javel). La même zone est ensuite nettoyée selon le protocole renforcé défini plus haut.
3.2. En salle d'autopsie
De l'eau de Javel à une concentration d'au moins 2 % de chlore actif sera appliquée à l'endroit de la projection. Un nettoyage au jet à faible pression selon la procédure habituelle sera ensuite effectué. La personne réalisant cet entretien doit porter des protections individuelles (gants, masque antiprojections, lunettes ou masque antiprojections à visière, bottes, tablier).
4. Procédures opératoires
L'entretien est réalisé avec du matériel à usage unique qui
sera ensuite incinéré comme DASRI.
Les surfaces de travail doivent être nettoyées et désinfectées au moyen d'un
produit adapté :
Une procédure de traçabilité des actes de nettoyage et de
désinfection doit être prévue, au moins pour les locaux.
L'entretien des PSM est défini dans la fiche 17.
FICHE 13
ENTRETIEN ET MAINTENANCE DES AUTOMATES, DES APPAREILS ET DES DISPOSITIFS DE VENTILATION
Le matériel considéré comme infectieux doit être identifié
par le pictogramme "Danger biologique".
L'entretien régulier des appareils comporte un nettoyage et, dans la mesure du
possible, un traitement à l'eau de Javel à une concentration d'au moins 2 % de
chlore actif ou à la soude 1 M pour les parties contaminées et résistantes à ces
produits.
La manipulation de l'appareil ou des échantillons qu'il contient, toujours
considérés comme à risque infectieux, est faite avec des gants (anti-coupure si
nécessaire) et une tenue de protection jetable. Les gants seront traités selon
un procédé d'inactivation des ATNC du groupe IV et la tenue jetable sera
éliminée selon la filière des DASRI (sous réserve que celle-ci aboutisse à une
incinération).
Si un automate dispose d'un cycle d'autodésinfection à la soude ou à l'eau de
Javel, s'assurer que les concentrations de produit sont suffisantes pour
inactiver les ATNC. Lancer le cycle avant maintenance ou réparation du matériel
et fournir au réparateur un certificat mentionnant les procédures de
désinfection utilisées et les précautions à prendre par le personnel de
nettoyage de l'appareil.
Une procédure en cas d'intervention de personnel interne ou externe à
l'établissement doit être définie. Celle-ci doit comprendre un avertissement
concernant le caractère potentiellement infectieux de la zone ou du matériel en
cause et la nécessité impérative d'un équipement de protection individuelle
(gants et/ou gants anti-coupure, lunettes de protection et une tenue de
protection...).
Une procédure de traçabilité des opérations d'entretien et de maintenance des
automates et des appareils doit être prévue.
1. Spécificités du microtome
Un microtome doit être réservé pour les éventuels blocs de tissus non traités par l'acide formique et provenant de patients à risque (patients suspects, atteints d'ESST ou facteurs de risque individuels signalés), car il n'existe aucun moyen de désinfecter correctement ce dispositif. Les prélèvements traités par l'acide formique peuvent être coupés avec un microtome standard en utilisant une lame à usage unique ou une lame dédiée.
2. Entretien des postes de sécurité microbiologique (PSM)
(voir fiche 17)
3. Entretien des systèmes de ventilation
Une procédure de traçabilité de l'entretien des filtres doit être mise en place.
FICHE 14
CONDUITE À TENIR EN CAS DE PLAIE, PIQÛRE,
PROJECTION LORS DE
LA MANIPULATION DE TISSUS,
DE LIQUIDES BIOLOGIQUES OU DE MATÉRIEL SUSCEPTIBLE D'ÊTRE
CONTAMINÉ
En cas d'accident professionnel, les mesures préconisées dans le code du travail
et dans la circulaire n° 249 du 20 avril 1998 relative à la prévention de la
transmission d'agents infectieux véhiculés par le sang ou les liquides
biologiques lors des soins dans les établissements de santé doivent être
suivies.
Tout accident impliquant une piqûre, une coupure ou une projection dans les yeux
ou sur une muqueuse doit être traité de façon identique à un accident
d'exposition au sang (AES), mais avec quelques spécificités pour les ATNC tenant
à leur résistance particulière.
L'attention est attirée sur le caractère d'urgence que revêt la désinfection de
la peau mise au contact des ATNC ou de plaies potentiellement contaminées. Le
traitement sera donc initié immédiatement après l'accident, à l'intérieur du
laboratoire.
Les mesures à prendre, en cas de contact avec un tissu ou un liquide à « risque
ATNC » (voir fiche 1) sont :
Il n'y a pas lieu de mettre en place une surveillance
sérologique particulière concernant le risque lié aux ATNC, car il n'y a pas
actuellement de test de dépistage des maladies à prions. Cependant, le médecin
du travail doit disposer de la liste des personnes exposées à ce risque. Tout
accident doit être consigné par écrit ou déclaré en tant qu'accident du travail.
Les circonstances de l'accident du travail doivent être analysées pour faire
progresser l'évaluation des risques et la prévention.
La conduite à tenir en cas d'accident exposant au sang ou aux liquides
biologiques doit être mise en évidence ou affichée à chaque poste de travail ou
dans chaque pièce du laboratoire.
FICHE 15
DILUTION DE L'EAU DE JAVEL
Les solutions d'hypochlorite de sodium sont classées parmi les produits d'inactivation du groupe III à une concentration optimale de 2 % de chlore actif et dans le groupe II à une concentration d'au moins 0,5 % de chlore actif (concentration suboptimale). A des concentrations supérieures à 2 % de chlore actif, les solutions d'hypochlorite de sodium conservent une efficacité de groupe III, mais le traitement est plus agressif pour les dispositifs médicaux (circulaire n° 138 du 14 mars 2001).
1. Présentation
L'eau de Javel est commercialisée, depuis 2001, essentiellement sous deux formes
|
FORME |
DEGRÉ |
% EN CHLORE ACTIF |
|---|---|---|
|
1. Concentré en berlingot dose recharge de 250 ml |
36° chl |
9,6 % |
|
2. Bidon prêt à l'emploi |
9° chl |
2,6 % |
Les flacons ou bidons de solution à 2,6 % de chlore actif prête à l'emploi se
conservent au moins un an avant ouverture.
Les berlingots de solution à 9,6 % de chlore actif ont une stabilité limitée
dans le temps et doivent être dilués au plus tard dans les 2,5 à 3 mois qui
suivent la date de fabrication inscrite sur l'emballage.
Il n'y a aucun inconvénient à traiter les dispositifs qui le supportent avec la
solution d'emploi à 2,6 % de chlore actif.
2. Dilution
|
FORME |
DEGRÉ |
% EN |
DILUTION |
UTILISATION |
|---|---|---|---|---|
|
Eau de Javel diluée |
1,8° chl |
0,50 % |
Prendre 1 bidon de 5 litres, mettre 1 litre d'eau de
Javel à 9° chl et compléter à 5 litres ; |
Produit du groupe II inactivant les ATNC par un contact d'au moins 15 minutes |
|
Eau de Javel diluée |
7° chl |
2 % |
A partir d'eau de Javel à 9° chl, prendre un bidon de 5
litres, mettre 4 littres de cette eau de Javel et ajouter 1 litre d'eau ; |
Produit des groupes III et IV inactivant les ATNC par un contact d'au moins 1 heure |
|
|
|
|
Ou |
|
|
|
|
|
A partir d'un berlingot à 36 chl, prendre un bidon
d'1,5 litre, mettre le berlingot et ajouter 1 litre d'eau ; |
L'inactivation est du groupe II si le contact est de moins d'une heure |
3. Utilisation
Vérifier la date de péremption sur l'emballage, avant utilisation.
Porter des gants et lunettes de protection lors des dilutions et manipulations.
Diluer à l'eau froide du réseau.
Diluer dans un flacon opaque clairement identifié, réservé à cet usage.
Fermer hermétiquement le flacon après chaque utilisation.
Marquer la date de préparation ou d'ouverture sur le flacon et la date limite
d'utilisation.
L'eau javellisée à une concentration inférieure à 9° chl est d'utilisation
immédiate dès sa préparation (pas d'utilisation au-delà de 24 h). A partir de
9° chl, une préparation diluée peut se garder une semaine, sous réserve de
bonnes conditions de conservation (abri de la chaleur et de la lumière, flacon
fermé).
Ne pas associer l'eau de Javel à un autre produit (par exemple, l'alcool, les
détergents, les acides) après un accident exposant au sang ou aux liquides
biologiques.
FICHE 16
RÉDUCTION DU TITRE INFECTIEUX PAR L'ACIDE FORMIQUE
AVANT INCLUSION DES ÉCHANTILLONS
ISSUS DE PATIENTS À « RISQUE ATNC »
La fixation de ces prélèvements biopsiques ou autopsiques destinés à l'inclusion doit comporter une étape de réduction de l'infectiosité par l'acide formique. Cette technique réduit efficacement l'infectiosité du prélèvement mais ne la fait pas disparaître, notamment si la charge infectieuse initiale est élevée.
1. Technique
Après la fixation au formaldéhyde selon la procédure habituelle, les prélèvements, dont l'épaisseur ne doit pas dépasser 0,5 centimètre, sont placés pendant 1 heure, sous agitation, dans l'acide formique pur. Ils sont ensuite rincés au formol à 10 % (préparé par dilution au dixième de la solution aqueuse commerciale de formaldéhyde), toujours sous agitation, pendant 2 heures.
2. Protection du personnel
(Se référer à la fiche toxicologique de l'INRS « Acide formique »
n° 149 Edition 1992)
Utiliser un poste réservé au traitement par l'acide formique
des prélèvements fixés, équipé d'un système de captage à la source avec un
filtre spécifique.
Porter une tenue de protection contre les projections (surchaussures ou bottes,
masque anti-projections, lunettes de protection, gants à usage unique, casaque
ou tablier).
Incinérer le matériel jetable utilisé.
Réserver le matériel réutilisable à cet usage, l'inactiver par un procédé du
groupe IV recommandé dans la circulaire n° 138 du 14 mars 2001 et l'entreposer
dans un lieu identifié et signalé.
Recueillir les bains d'acide formique et de formaldéhyde pour les éliminer selon
la filière des déchets toxiques ou déchets chimiques.
3. En cas d'accident
En cas de contact avec les yeux, laver immédiatement et
abondamment avec de l'eau pendant 10 à 15 minutes et consulter un ophtalmologue.
En cas de contact avec la peau, laver à grande eau pendant 15 minutes, consulter
un médecin.
FICHE 17
POSTE DE SÉCURITÉ MICROBIOLOGIQUE (PSM), CHOIX, ENTRETIEN ET MAINTENANCE
1. Choix du type de PSM
Les PSM sont réservés à la manipulation d'agents biologiques ou à tout prélèvement pouvant en contenir, à l'exclusion de tout produit dangereux chimique ou radioactif.1.1. Il existe trois types de PSM
Type I : il protège les manipulateurs et l'environnement mais
ne protège pas la manipulation. Il nécessite en général le raccordement à une
installation d'extraction d'air en terrasse du bâtiment.
Type II : partiellement ouvert vers l'avant, il protège le manipulateur, la
manipulation et l'environnement. L'air est soufflé dans l'appareil à travers un
filtre HEPA, puis est repris sur les côtés. L'air extrait est filtré à travers
un filtre HEPA avant rejet dans la pièce. La norme NF EN 12469 ne distingue plus
les PSM de type IIA ou IIB.
type III : boîte à gants fermée, elle protège le manipulateur, la manipulation
et l'environnement. L'air, soufflé à l'intérieur puis extrait, est filtré au
moyen de filtre HEPA (extraction d'air en terrasse du bâtiment).
Dans un laboratoire de niveau de confinement 3 ayant une ventilation mécanique
autonome, l'utilisation de PSM de type I ou III raccordés à l'extérieur, peut
entraîner une perturbation de la dépression du laboratoire.
Les PSM de type I et III protègent contre l'exposition aux aérosols, alors qu'un
PSM de type II la minimise. Cependant, dans de nombreux laboratoires, des PSM de
type I ou III ne peuvent être installés pour des raisons techniques et des PSM
de type II équipés correctement sont alors préférés.
1.2. Normes - critères
Les PSM doivent répondre à la norme NF EN 12469 qui décrit
des critères spécifiques, en termes de fonctionnement, de performances et des
méthodes d'essais.
Les PSM ne sont pas des dispositifs médicaux (pas de marquage CE dispositifs
médicaux).
Les PSM de type II font l'objet d'une certification NF. La marque NF permet de
distinguer aisément un PSM de type II d'une hotte à flux laminaire vertical.
1.3. Équipement du PSM
Les PSM comportant un plan perforé et équipés de plateau avec un tiroir pour récupérer les effluents sont difficilement nettoyables et désinfectables. Les PSM à plan de travail plein permettent l'utilisation de champs de protection imperméables et absorbants pour minimiser les souillures ou la quantité de liquides répandus, sans compromettre le bon fonctionnement du PSM. Ces champs ne doivent pas recouvrir le bandeau de reprise d'air en façade pour maintenir la libre circulation de l'air et le bon fonctionnement du PSM. Pour ces mêmes raisons, des champs ne doivent pas être apposés sur des plans de travail perforés, les grilles de reprise d'air ne devant jamais être obstruées.
1.3.1. Manipulation de tissus à "risque ATNC"
Pour la manipulation d'ATC, le choix entre PSM équipés de plans de travail pleins ou perforés relève uniquement de la préférence des utilisateurs. Les performances des machines sont indépendantes du type de plan de travail.
1.3.2. Manipulation de tissus à "risque ATNC"
Un plan de travail plein est recommandé ainsi que l'utilisation de champs de protection absorbants et imperméables.
1.4. Qualité du matériau
En cas d'application répétée de solution aqueuse d'eau de Javel ou de soude, une attention particulière sera portée à la qualité de l'acier inoxydable s'il entre dans la composition du volume de travail des PSM.
2. Entretien
2.1. Entretien quotidien
Lors de la première utilisation quotidienne des PSM, les
éventuels bacs de désinfection placés dans le PSM seront sortis et leur contenu
éliminé.
Lors de la désinfection des PSM, si un champ de protection imperméable et
absorbant, avait été posé sur le plan de travail non perforé, l'enlever au
préalable puis l'éliminer selon la filière des DASRI.
2.2. En cas de projection
En cas d'utilisation d'un champ de protection imperméable et absorbant, si les projections se situent exclusivement au niveau du champ :
En l'absence de champ de protection ou si les projections débordent du champ ou sont situées en périphérie :
Si les projections se situent au niveau des parois du PSM, procéder de la même façon.
2.3. Particularités de l'entretien selon le risque infectieux lié au tissu manipulé
Le volume de travail d'un PSM sera désinfecté avant la première utilisation et après chaque manipulation.
2.3.1. Manipulation de tissus à "risque ATNC"
Les produits utilisés pourront être choisis parmi les molécules habituellement employées (aldéhydes, eau de Javel etc.). Toutefois, il sera nécessaire au préalable de s'assurer de l'efficacité des produits utilisés vis-à-vis de l'ATC d'intérêt
2.3.2. Manipulation de tissus à "risque ATNC"
Le volume de travail sera désinfecté avec de l'eau de Javel à une concentration d'au moins 2 % de chlore actif ou, si le revêtement le supporte, la soude 1M peut être utilisée.
3. Contrôle et maintenance des PSM
Le contrôle régulier du bon fonctionnement d'un PSM, qui est
obligatoire, fait l'objet de recommandations dans une des annexes de la norme NF
EN 12469. En fonction des résultats de ce contrôle, une maintenance pourra être
nécessaire.
Avant toute intervention de maintenance, les PSM seront vidés de tout contenu,
nettoyés et désinfectés.
3.1. Manipulation des ATC
Pour cette désinfection, l'utilisateur pourra recourir, au choix, à la fumigation d'aldéhydes, de peroxyde d'oxygène ou d'acide péracétique.
3.2. Manipulation des ATNC
Dans le cas particulier des ATNC, la fumigation par vapeur de formaldéhyde est fortement déconseillée.
4. Procédure en cas de dysfonctionnement du PSM
Tout déclenchement d'une des alarmes, signalant un dysfonctionnement mettant en cause la sécurité de l'opérateur ou de l'environnement, doit impérativement faire cesser les activités potentiellement contaminantes. Après arrêt des manipulations, le PSM est nettoyé, fermé et étiqueté comme non fonctionnel en attente de l'intervention.
Références bibliographiques
1. Taylor DM, Brown JM, Fernie K, McConnell I. The effect of formic acid on BSE and scrapie infectivity in fixed and unfixed brain-tissue. Vet Microbiol 1997 ; 58 (2-4) :167-74.